Cómo una bacteria inhibe enzimas vegetales para evitar ser detectada por la planta

En las infecciones vegetales, las enzimas secretadas por la planta y las moléculas del patógeno confluyen en el apoplasto, el espacio extracelular entre células. Su interacción determina si prevalecerán los mecanismos defensivos de la planta contra el patógeno o habrá enfermedad. En Science (2025), Sanguankiattichai y colegas describen con detalle una estrategia de un patógeno modelo, Pseudomonas syringae: producir una pequeña molécula llamada glicosirina para desactivar una enzima defensiva de la planta y, de paso, reprogramar el conjunto de azúcares en el apoplasto.

La planta posee un mecanismo inmunológico por el cual puede detectar fragmentos derivados de flagelina, la proteína del flagelo bacteriano. Esto forma parte de una estrategia que implica reconocer patrones moleculares asociados a patógenos (Pathogen-Associated Molecular Patterns, PAMPs), estructuras moleculares conservadas encontradas en microbios pero no en sus hospedadores, que señalan la presencia de intrusos microbianos.

En condiciones normales, una β-galactosidasa apoplástica de la planta, BGAL1, contribuye a liberar esos fragmentos inmunogénicos a partir de flagelina glicosilada, es decir cubierta de azúcares, un disfraz que impide que las plantas reconozcan la amenaza. El patógeno, para evitar ser reconocido, secreta glicosirina, que inhibe BGAL1 y bloquea el desenmascaramiento de la señal de alarma.

¿Cómo dieron con los genes responsables? El equipo diseñó un screen genético: introdujeron lacZ (β-galactosidasa bacteriana) y sembraron en placas con X-gal, donde más azul significa más actividad de esa enzima. Con el inhibidor bacteriano funcionando, las colonias son menos azules. Luego seleccionaron mutantes que ya no podían inhibir la actividad de la enzima (colonias más azules con X-gal). Ese cribado, basado en inserciones transposónicas, apuntó a un cluster biosintético (gsn) y a reguladores clásicos de virulencia (hrpR/hrpS/hrpL/rhpS). Al borrar el cluster (Δgsn) se pierde la producción del inhibidor; al reintroducirlo se recupera, e incluso puede conferirse producción en E. coli. Además, el mutante Δgsn crece peor en plantas, sugiriendo que el cluster aporta virulencia in vivo.

Para identificar la estructura, capturaron glicosirina formando un complejo con LacZ y resolvieron la estructura por crio-EM a 1.9 Å, complementándolo con síntesis química para confirmar que la molécula nativa y la sintética son equivalentes. Así descubrieron que la glicosrina es un iminoazúcar, un azúcar con nitrógeno en el anillo, con un anillo de cinco miembros tipo pirrolidina y un aldehído hidratado que le permite imitar la geometría de un monosacárido como la galactosa en el sitio activo de las β-galactosidasas. En ensayos de inhibición, la versión sintética fue un inhibidor muy potente de LacZ y BGAL1.

También descifraron de dónde sale la glicosirina en el metabolismo bacteriano. A diferencia de otros iminoazúcares, que suelen partir de azúcares-fosfato y aminotransferasas, aquí la ruta se conecta con la biosíntesis de purinas.

Lo más interesante es que la glicosirina no solo bloquea una alarma, sino que cambia el ecosistema de azúcares del apoplasto. Al inhibir BGAL1, se acumulan glicoproteínas con galactosa terminal y se observan cambios en N-glicanos. También se probó y observó inhibición de otras glicosidasas (β-galactosidasas, β-glucosidasas, etc.). La estrategia parece extendida en bacterias asociadas a plantas, sugiriendo un mecanismo químico común para manipular la glicobiología vegetal.

En la discusión, los autores proponen un alcance amplio: el cluster aparece en muchas cepas de P. syringae asociadas a distintos hospedadores (tomate, poroto, olivo, etc.) y hay clusters similares en otros patógenos o bacterias asociadas a plantas (p. ej., Acidovorax, Erwinia).

El mecanismo no solo oculta al invasor, sino que también altera patrones de azúcares y favorece condiciones que acompañan la infección.